提高MSC治疗心梗临床效果的优化方案

急性心肌梗塞抢救治疗后，大约23%的幸存者在30天内进展为心功能衰竭^[1]。即使没进展到心功能衰竭阶段，患者生存质量也很低。干细胞的出现及动物实验的有效性，给急性心肌梗塞患者的康复带来很大的希望。虽然药物治疗、溶栓、冠状动脉支架置入和冠状动脉旁路移植术已被临床用于治疗心梗，提高患者的存活率，但这些方法不能从根本上修复受损的心脏，恢复心脏功能。

间充质干细胞（MSC）作为一种重要的细胞治疗手段，被广泛应用于各种缺血性疾病的实验或临床治疗。多个动物模型均证明MSC能治疗急性心梗，减少心脏梗死区面积、抑制了梗死区的组织纤维化、改善心功能和提高射血分数。甚至韩国批准FCB-Pharmicell公司开发的MSC药物“Hearticellgram-AMI”用于治疗急性心肌梗死。然而，meta分析的结果显示，MSC的治疗效果并不令人满意，MSC移植的急性心梗患者左心室收缩功能(LVSF)的增加仅为3%-10%^[2]。基于MSC治疗心血管的临床前和临床研究显示出不一致的结果，经过综合分析，研究者提出部分关键原因是研究特定剂量和/或给药途径（ROA）的差异^[3]。其他关键的影响因素，还包括细胞治疗过程中的关键步骤，如供体选择、体外扩增、注射途径、在恶性移植微环境中存活、迁移、分化和旁分泌功能需要优化^{[4, 5]}。上一篇文章《心梗的干细胞治疗和临床研究最新进展》已经从治疗机理和临床应用方面进行阐述，本文着重从增强MSC的治疗功效方面进行综而述之。

1，MSC的培养预刺激

一般来说，移植干细胞在缺血心肌中的低存活率限制了其对缺血性心血管疾病的治疗效果。越来越多的证据表明，各种药物或因子预先培养/刺激MSC，使其能够承受缺血和再灌注损伤环境，从而提高MSC移植后的细胞存活率的方法，也有助于MSC更好地发挥治疗效果^{[4, 6]}。使用缺氧诱导因子1α（HIF-α）脯氨酰羟化酶抑制剂（DMOG）预处理骨髓MSC，MSC的HIF-1α、VEGF、葡萄糖转运蛋白-1和磷酸化Akt等有利于血管生成的因子表达明显增加，显示出更高的活性和增强的血管生成，减少了心肌梗死面积^[7]。在体外激活Akt信号通路能增强移植的MSC的功能存活^{[8, 9]}。将过表达Akt的MSC（AKT-MSC）移植到缺血大鼠心肌中，通过减少心肌内炎症、胶原沉积和心肌细胞肥大，抑制心脏重塑过程，80-90%的损失心肌体积得到很好的再生，并使收缩和舒张功能完全恢复正常，而且疗效是呈剂量（细胞数量）依赖的^[10]。AKT-MSC具有更强的抗凋亡能力和分泌较高的VEGF水平，增加MSC移植后存活数量，促进损伤心肌的修复^[11]。姜黄素通过调节PTEN/Akt/p53和HO-1信号蛋白有效地保护MSC免受氧化应激，从而促进MSC释放VEGF，心脏功能增强，并减少心梗心脏的纤维化^[12]。

多个研究显示降脂药阿托伐他汀对MSC有正向的作用。阿托伐他汀预先培养刺激MSC（激活MSC的NO合成酶），然后再用刺激过的MSC治疗急性心梗大鼠，在增加血管生成的同时显著抑制炎症和心肌凋亡，而且证明了及早介入和多次MSC治疗的效果更优^[13]。阿托伐他汀联合MSC治疗，均有利于移植的MSC存活，并改善MSC移植后的组织修复、再生和心功能^{[14, 15]}。这种协同效应有助于肢体缺血后血管重建。由于阿托伐他汀对MSC的有益作用，人体中有广泛存在MSC，比如骨髓和脂肪等组织，那么服用阿托伐他汀的患者出现急性心梗的概率是否偏低？

由cAMP(EPAC)/Rap1信号通路直接激活的交换蛋白通过改善移植的MSC在大鼠中的存活、粘附和分化而改善心脏功能^[16]。褪黑素被发现能降低MSC胞内活性氧水平，增强MSC对缺氧和无血清条件下诱导细胞凋亡的抵抗力^[17]。用二硝基苯酚预处理的MSC不仅增强体内的存活、归巢和粘附，还能促进心肌和血管新生分化^[18]。

有意思的是，将MSC在42℃水浴中孵育2h后移植，可有效减少氧化诱导的MSC凋亡伴随着自噬增强，提高细胞存活率；热休克蛋白作为分子伴侣，通过抑制凋亡途径和抵抗氧化应激间接促进细胞存活^[19]。这提示在临床应用MSC前，可以选择先让MSC热身一段时间，再回输治疗。

C1q/肿瘤坏死因子相关蛋白-9(CTRP9)是一种新的心肌梗死后促生存因子，其表达明显下调，对维持一个健康的微环境，促进干细胞在梗死心肌组织中的植入至关重要，CTRP9在宿主心肌中的过表达显著增强了MSC的治疗效果^[20]。盐皮质激素受体（MR）耗竭有益作用的机制与抑制细胞内活性氧产生和增加Bcl-2/Bax比值有关。在体内研究中，将1×106个含或不含siRNA-MR的MSC于心梗后立即注入大鼠心脏。沉默盐皮质激素受体（MR）基因可显著提高MSC在梗死心肌中的存活率和更高的毛细血管密度，有更好的心功能改善和缩小梗死面积的效果^[21]。

2，低氧培养

心脏发生心梗后，缺血缺氧环境严重影响移植细胞的存活，研究人员试图改善梗死后的恶劣环境，或者增强移植细胞抵抗缺血缺氧的能力。周围区域的氧分压一般不超过1%，缺氧是移植MSC功能障碍和死亡的主要原因^[22]。体外低氧预适应(2%-5%氧)可保持同质性和分化潜能，延缓细胞衰老过程，增加MSC趋化因子受体表达^[23]。低氧预适应也被证明可以增加MSC的旁分泌活性，增强MSC治疗心梗后的修复^[24]，并且不会增加心律失常并发症的发生率^[25]。

低氧培养MSC是治疗缺血性疾病如缺血性卒中、心肌梗死和后肢缺血等提高疗效的有效策略^[26-28]。缺氧预处理可以模拟体内缺血微环境，从而增强移植前的适应性和分泌能力。

缺氧预处理的详细机制被认为是多方面的，包括以下几个方面^{[29, 30]}：(1)动员迁移能力提高。MSC暴露于低氧可显著增加CXCR4的表达，由于缺血后其配体SDF-1的高表达，CXCR4有利于向靶组织迁移^{[31, 32]}。(2)生存能力增强。在缺氧环境激活MSC的Akt，从而促进HGF及其受体c-Met和抗凋亡因子Bcl-2的表达，增强MSC在缺血组织中存活能力^{[27, 29]}。(3)自分泌和旁分泌功能增强。低氧可明显诱导骨髓MSC分泌大量的血管生成、抗炎细胞因子和外泌体，如缺氧诱导因子-1α、VEGF、血管生成素-1和红细胞生成素^[33-35]。(4)MSC的血管新生能力得到增强。低氧诱导MSC后，MSC的Wnt4表达的大幅增加，促血管生成的效果更优；如果抑制MSC中Wnt4的表达，则消除了缺氧诱导的MSC在小鼠后肢缺血模型中的血管再生特性^[26]。

3，刺激MSC归巢的新方法

提高MSC归巢效率的方法，有助于改善MSC的归巢而不影响移植细胞的活力、增殖、粘附或分化^[36]。在心梗小鼠模型中，鉴定了四个肽序列，通过注射包被心梗特异性归巢肽的MSC治疗心梗，回归性MSC的数量显著增加，表明使用归巢肽包被的MSC是治疗心梗的一种有前途的方法^[37]。

除了对MSC进行分子修饰外，已经发现物理方法也可以促进归巢。在心梗后4小时内，以低水平激光照射骨髓MSC，增加骨髓MSC的存活、增殖和归巢，而且通过血管生成能力提高MI的治疗效果^{[38, 39]}。磁靶向技术（MTT）基于MSC的预磁化，然后MSC在磁场的帮助下在体内移动，在不增加MSC数量的情况下提供更有效和持续的介质释放^[40]。

4，注射途径

MSC注射途径包括静脉注射，冠状动脉内注射，心肌内注射（包括经心内膜和经心外膜）用于MSC移植。系统静脉注射明显简单且易于剂量控制，但它会导致大量细胞重新分布到其他器官，如肝和肺。冠状动脉内注射是心肌梗死后经皮冠状动脉介入治疗中研究最多的技术，它方便且被证明是安全的，通过这种方法输送的干细胞已经被证明可以改善心脏功能并减小梗死面积。心肌注射也是一个比较好的选项^[41]。有研究发现，与心肌内注射相比，冠状动脉内MSC注射降低了心肌血流（AMF），导致心肌MMP-2表达增加，同时MSC的CXCR4表达减少，导致冠状动脉内的MSC迁移到心肌的数量较少和血管生成因子（VEGF和bFGF）释放水平降低^[42]。

用超顺磁性氧化铁纳米颗粒和氯苯磺酸盐(DID)标记大鼠骨髓MSC，在大鼠心肌梗死模型中进行无创性细胞追踪，结果显示MSC注射改善心肌梗死后心功能，而且由于局部MSC细胞数量多，所以单次直接注射比单次静脉注射更有治疗优势^[41]。利用PET-CT和分子影像学技术（MSC转染sr39HSV1-tk基因）追踪心肌内注射MSC的动态变化，发现MSC细胞增殖在注射后33-35天达到高峰，位于猪心脏梗死周围区域和心脏主要淋巴管和淋巴结，提示心肌内移植的MSC似乎整合到淋巴管内皮细胞中，可能有助于改善MI后的心肌淋巴系统的重建和功能恢复^[43]。采用单正电子发射计算机断层扫描（SPECT）双同位素同步采集（DISA）技术，对冠状动脉内注射骨髓MSC治疗的急性心肌梗死犬的心脏灌注、代谢和功能进行了评价，治疗10周后MSC依然有少量的存活，梗死左室射血分数得到显著提高^[44]。

5，MSC结合生物材料

使用一个生动的比喻，MSC是种子，将种子播种到贫瘠的土地（缺血区），要获得收成，不仅要重视种子的改良，如基因修饰、预处理和组合策略，但不能忽略了“粗糙的土壤”，这不适合MSC的生存，因为缺乏氧气和养分^[30]。因此，改善MSC移植后的微环境是一个值得进一步研究的问题。

早在十多年前，就意识到生物材料和生物技术的发展为缺血性疾病特别是心肌缺血提供了理想的治疗平台^[45-47]。这些材料具有维持或重塑左心室的结构特性，影响微环境以促进心肌修复并提供生物力学支持。近年来，纳米生物材料结合的干细胞治疗心肌梗死引起了人们的广泛关注。心脏补片由天然胶原或具有纳米纤维结构的合成聚合物组成，可以形成纳米纤维支架，与直接注射的MSC相比，显著提高了植入MSC的存活率^[48-51]。生物材料和褪黑素结合包裹脂肪来源的MSC，亦有助于提高MSC移植效率^[52]。MSC和富含血小板的纤维蛋白（PRF）结合，移植在梗死大鼠左心室心肌表面，发现在MSCs-PRF组中，保存心功能、改善左室功能和抑制左室重构的效果优于单纯MSC组^[53]。

细胞和生物材料结合形成的心脏补片图：

海藻酸钠是一种从海带中获得的天然优质多糖，具有良好的生物相容性，并且高度稳定，安全无毒^[54]。短肽RGD修饰的海藻酸盐可以改善MSC的细胞附着、生长和增加血管生成生长因子的表达；RGD-海藻酸盐微球和包裹在其中的MSC注射到大鼠急性心肌梗死区域，RGD-海藻酸盐微球缩小了梗死面积，增强了微小动脉的形成，并防止了心梗后的负性左室重塑^[55]。壳聚糖是甲壳动物的另一种天然氨基多糖，壳聚糖是一种很好的干细胞载体，可以增强干细胞的植入、存活和对缺血心肌的归巢，并通过ROS清除和趋化因子募集来调节心梗微环境，从而促进心肌修复^[56]。

将海藻酸钠/壳聚糖配制成反电荷聚电解质复合物(PEC)，MSC接种到这种3D支架移植治疗急性大鼠心肌梗死模型中，心功能评估显示，MSC支架组的大鼠提高了MSC的存活率并促进了细胞因子的分泌，射血分数明显增加，新生血管改善，纤维化减弱，左心室扩张减少^[57]。聚(丙交酯-co-e-己内酯)（PLCL）支架具有弹性和可生物降解特性，PLCL与MSC联合应用也显示出协同效应，在减弱左室扩张和改善左室功能方面表现出更好的效果^[58]。

水凝胶作为药物/细胞载体的应用潜力巨大。在NapFF-NO水凝胶（控释NO）存在下，水凝胶里面的MSC显示出VEGF和SDF-1α的分泌增加，促进血管生成和减轻心室重塑来改善心功能^[59]。MSC生物工程心脏贴片（MSC-Patch）是使用粘合剂（包括纤维连接蛋白和层粘连蛋白）紧密粘合的网状结构，将MSC贴片附着在结扎的大鼠左冠状动脉上，贴片植入12周后，MSC贴片组血管生成细胞因子（bFGF，vWF和PDGF-B）和心肌保护因子（IGF-1和HGF）的表达显著增加，移植MSC补片可以恢复梗死后扩张的LV，保护心脏功能^[60]。

使用透明质酸为MSC支架的研究表明，尽管大多数MSC在2周后迁移到靠近冠状动脉的梗死区边缘区，增加了心脏梗死区的毛细血管数量，降低了瘢痕区域的纤维化程度^[61]。水凝胶是一种3D聚合物网络，在接触水时会膨胀，可注射水凝胶已经成为各种类型的心脏组织再生生物材料中的潜在候选者，因为它改善了患者的依从性和通过微创模式治疗复杂梗死的方便给药，非常适合心脏组织工程的应用^[62]。含水凝胶复合物的MSC可作为一种可注射的生物材料，防止左室重构和扩张，改善急性心梗后局部的收缩和舒张功能^[63]。使用包裹在精氨酸-甘氨酸-天冬酰胺（RGD）修饰的海藻酸盐微球中的MSC有助于恢复左室功能和增加心梗后的细胞存活，以及增强血管生成^[55]。

干细胞和生物材料结合形成人造血管图：

6，结论和未来展望

MSC具有多向分化、易获得、增殖快、免疫原性低、携带方便等特点，可作为心血管疾病治疗的理想种子细胞。此外，移植的MSC可以减少细胞凋亡，迁移到梗死的心肌组织，抑制纤维化和炎症，促进新生血管形成，并可以分化为心肌样细胞，有助于心肌细胞的修复。尽管MSC在治疗心梗方面有这些优点，但我们现在必须解决的最重要的问题是由于血液供应不足、细胞营养不良和产生自由基而导致移植的MSC活性降低，同时研究MSC的最佳剂量和给药途径^[64]。某些方法的联合应用可能会发挥协同作用，以提高MSC移植的效果。临床试验表明，MSC移植治疗心梗是可行和安全的，并且不会增加不良事件的风险。

MSC治疗心梗，未来可期！

参考文献：暂不提供！

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